Mapping技术助力离体脑片动作电位成像：海马神经环路传导的实时可视化

实验概要

神经科学研究中，离体脑片模型因其能够保留局部环路结构，被广泛用于兴奋性、突触传递及可塑性等功能的检测。传统的电生理方法（如细胞外场电位、膜片钳）虽能精准记录电信号，但空间覆盖范围有限，难以直观呈现动作电位（Action potential, AP）在不同脑区之间的动态传导过程。近年来，光学成像技术的发展使得实时、高空间分辨率的膜电位检测成为可能。

细胞收缩与钙成像标测系统是一款集成多通道电刺激与高速荧光成像的综合性设备。该系统不仅可用于心肌细胞收缩及钙瞬变同步检测，也可拓展应用于神经组织功能成像。其核心优势包括：

●多模式检测：支持电压敏感染料（如FluoVolt）和钙离子指示剂，可同时或分别记录膜电位变化和钙信号。

●高时空分辨率：配合绿光激发（520 nm）及高速相机，可捕捉毫秒级的AP传导过程，并实现亚细胞至全脑区的空间分布成像。

●灵活的电刺激控制：提供可编程的刺激参数（电流强度、波宽、频率、持续时间），可精准诱发特定神经通路的AP。

●实时彩色热图与视频输出：将荧光强度变化转换为动态热图，直观展示AP沿神经回路的扩布路径及衰减趋势。

本技术分享以C57小鼠离体海马脑片为模型，利用上述系统结合FluoVolt膜电位检测试剂盒，成功实现了：

●局部AP信号检测：在10倍镜下，记录电刺激齿状回（DG）后CA3区域的AP荧光响应。

●全环路传导可视化：在4倍镜下，捕捉AP沿“DG→CA3→CA2→CA1”的完整传导路径，并以热图和视频形式动态呈现。

●多区域比较：分析海马不同亚区（DG、CA3、CA1）对相同电刺激的反应幅度和潜伏期差异。

实验方法

本方案利用细胞收缩与钙成像标测系统结合FluoVolt染料，成功实现了离体小鼠海马脑片动作电位的高时空分辨率成像与环路传导可视化，弥补了传统电生理技术在空间覆盖上的不足。该系统在神经科学研究中具有重要拓展应用价值，尤其适用于药物筛选、缺血/再灌注损伤、癫痫环路等模型中AP传导特性的快速、直观评估，为神经环路功能研究和疾病模型评估提供了有力工具。

Protocol

（C57小鼠离体脑片海马区动作电位（AP）检测实验案例）

一、实验前准备

（一）主要试剂：

蔗糖切片液、人工脑脊液ACSF、FluoVolt膜电位检测试剂盒。

（二）主要器材：

组织剪，手术剪，弯镊，药匙，刀片。

（三）主要溶液配方：

蔗糖切片液

人工脑脊液ACSF

二、C57小鼠离体脑片获取与处理

1. 实验前准备约300 mL蔗糖切片液，放在-20 ℃冰箱内冷冻至冰水混合物状态，用药匙搅拌成冰沙状并持续通入95%O₂+ 5%CO₂混合气20 min以上。另将ACSF作为孵育液，置于37 ℃水浴锅中，同样持续通入混合气。

2. 用异氟烷麻醉C57小鼠，组织剪快速离断头颈，将脑放在通氧后的分离皿里降温。手术剪剪开头皮，左手捏住头下部，从颈部用手术剪沿颅骨中缝剪开颅骨，刀尖上翘前进。在嗅球处垂直于切口剪开颅骨形成T字形切口。用弯镊小心打开颅骨暴露大脑，用药匙小心将大脑快速剥离至冷的切片液中。整个取脑过程需在冷的切片液中进行，动作迅速、轻柔。

3. 在分离皿里用保安刀片将大脑前后修平，将大脑后部立起，用502胶水粘在脑台上并靠在一块琼脂上。用刀片轻轻将大脑分成左右两部分，放在冰浴的切片槽内。

4. 切片液中持续通氧，刀片入液预冷。切片厚度350 μm，切片速度0.1 mm/s，振幅1.0 mm。切取4-6片海马冠状切片，放入孵育槽内恢复40 min左右。

三、离体脑片染色及检测（全过程均在避光环境下进行）

●染色步骤：将离体脑片放入35 mm培养皿中，向ACSF中持续通氧，加入FluoVolt试剂盒中的PowerLoad液（100x），摇晃均匀后加入FluoVolt染色液（1000x），室温避光染色30 min。随后将脑片放回孵育槽内洗脱浮色。在记录槽中加入ACSF，用盖网压住脑片，八通道灌流系统持续灌流通氧的ACSF。

●设备：细胞收缩与钙成像标测系统

●刺激程序参数：刺激电流1 mA；刺激波宽50 ms；刺激频率1 Hz；刺激时长10 s

四、实验结果

结果一：离体脑片海马区CA3区域AP信号检测（10倍镜）